造模机制 

通过结扎引起模型动物的冠状动脉狭窄或闭塞，使该冠脉所供应的心肌缺血、坏死，从而引起模型动物心肌梗死。 

造模方法 

简要的来说，一般冠状动脉结扎术主要分为三步： 

1、首先，动物在麻醉后，在第四肋间行左胸开胸术； 

2、然后小心地将心包膜打开，在左心耳尖远端结扎左冠状动脉前降支(left anterior descending,LAD)，如 果结扎成功的话。心电图(electrocardiogram,ECG)则显示典型的ST段抬高，而观察左心室前壁也会变白； 

3、最后关闭胸腔。如需制作心肌缺血再灌注损伤模型，可在结扎LAD后30分钟再去除结扎，引起缺血再灌注损坏。

具体造模方法以下列几个动物为例： 

猪： 

1、选用18～22kg小型猪，先应用30g/L戊巴bi妥在猪耳缘静脉推注3～5ml使猪镇静，3～5分钟后猪站立不稳而卧倒。 

2、然后迅速用套管针在猪耳缘静脉建立静脉通路，并缓慢推注30g/L戊巴bi妥(1ml/kg)麻醉后，将动物取仰卧位置于介入室手术台。 

3、分离暴露气管，气管插管。连接呼吸机。沿胸骨第四肋间开胸，暴露心脏，提起心包纵向切开并做心包床。 

4、离LAD主干中下1/3交界处，并在其下穿根丝线备用于结扎。 

5、将4个多点固定式心外膜电极衬片缝在心脏表面，多导生理记录仪描记结扎前、结扎后心外膜电图，以ST段升高为造模成功标准。 

6、关闭胸腔，撤出呼吸机。 

犬：

1、一般选用比格犬，体重10～18kg，动物称重后以3％戊巴bi妥钠30mg/kg静脉注射麻醉，右侧位固定于手术台。 

2、气管插管，连接呼吸机。 

3、一般选用比格犬，体重10~18kg，动物称重后以3%戊巴bi妥钠30mq/kg静脉注射麻醉，右侧位固定于手术台。

4、气管插管，连接呼吸机。

5、沿胸骨左缘第4或第5肋间开胸，暴露心脏，剪开心包并做心包床，

6、分离LAD主干中下1/3交界处，并在其下穿根丝线备用于结扎。

7，在心脏表面缝上多点固定式心外膜电极衬片，多导生理记录仪描记结扎前，结扎后心外膜电图，以ST段升高为造模成功标准。

8、关闭胸腔，撤出呼吸机，按需要处理动物。

大鼠： 

1、选用成年Wistar大鼠，体重250g左右，39/L戊巴bi妥钠10ml/kg进行腹腔注射，插管前给予atropine 20 ～30μg/kg腹腔注射。 

2、先行气管插管，连接呼吸机；大鼠仰卧位四肢固定好，去毛，上界为胸骨上缘水平，下界为胸骨下缘水平。 

、消毒铺单后，以心尖搏动最强点为中心，沿胸骨左缘3mm左右作一约1.5～2.0cm长纵形切口，逐层开胸进入胸腔。 

4、剪开心包膜，暴露左心耳，从左心耳下方2～3mm入针，结扎的中点在左心耳和肺动脉圆锥的交界上。 

5、结扎方向与左心耳边缘平行，而且与房室交界线垂直。 

6、进针深度1.5～2.0mm，由于大鼠冠状动脉细小不易于心肌分离，通常用缝合线连同部分心肌一起结扎，结扎的力度适中以防止损伤心肌或血管。 

7、把心脏放回胸腔，迅速缝合胸壁。停止人工呼吸。 造模成功的标志是心壁的颜色变白和心电图监测ST段抬高。 

小鼠： 

1、选用25～30g小鼠。腹腔内注射戊巴bi妥钠(50mg/kg)。 

2、待小鼠麻醉后将其用胶布固定于操作板上。剃净胸部毛发，70％乙醇消毒，在直视下将22G套管针送入气管，重建气道，呼吸频率设置于100～110次/min。 

3、取左侧胸骨正中线，垂直肋骨，剪开皮肤。 

4、逐层分离胸大肌、胸小肌，在小鼠的呼气相分别剪断第三、四、五肋骨，使用开胸器将胸骨撑开、固定，暴露心脏，剪开心包膜。 

5、在显微镜下寻找左前降支，在左房下缘1mm左右、跨度1mm左右以10.0的眼科缝合线结扎左前降支。 

6、观察心电图ST-T改变及心肌颜色变化。 

7、拆除开胸器，以8-0的无创缝合线关闭胸腔。 

8、缝合皮肤，术后维持呼吸机约30分钟，待小鼠清醒后撤机。 

需确认的信息 

1. 模型种属（大鼠还是小鼠或是其他种属）

2. 动物体重有无要求，年龄有无要求

3. 雌雄有无要求

4. 模型构建具体方案

5. 取材要求（采血、取组织样本）